Posts by UmUlmHerum

    Lieber Frank,


    hab´ herzlichen Dank für Deine schnelle Untersuchung und Benennung!

    Dann war Christian gleich am Anfang schon sehr dicht dran – :thumbup:


    Hier https://www.aphyllo.net/spec.php?id=100 ist Hyphoderma nemorale mit Mikro-Zeichnung schön beschrieben, allerdings wohl mit einem Komma-Fehler bei der Dickenangabe (wie bei anderen von Martini beschriebenen Hyphoderma-Arten ebenfalls):

    Quote

    Basidiome effused, adherent, subceraceous, up to 0.1 (0.2) mm thick.

    Das müsste doch 1 (2) mm dick heissen, würde ich meinen. Ansonsten eine ganz tolle Site mit umfangreichen Informationen.

    In der österreichischen Myko-Dankenbank ist die Art nicht enthalten!?


    Gute Nacht – Rika

    Hallo Andreas & Frank,


    Das einzige, was im Umkreis von 2 m wächst, ist Phlebia radiata und Chondrostereum purpureum (mit ganz anderer Sporenform als Hyphoderma mutatum und Cylindrobasidium laeve). Ansonsten war da zu anderen Zeiten Oudemansiella mucida und Pleurotus pulmonarius drauf.


    Hier noch zwei Bilder (320x; Sichtfeld-Ø ca. 400 µm) – das Erste stammt aus dem matschigen Subiculum der Stelle "1": etliche 1- bis 5-fach septierte Sporen, die nur wenig dicker sind als die ansonsten beobachteten – kann das eine Wachstumsform sein (statt keimenden Hyphen) oder irgendwelche Fremdsporen? Das Zweite ist von der Fruchtschicht der anderen, flächigen Fruktifikation der Stelle "4": etwas ältere/größere Sporen, die noch an den Basidien hängen – spricht eher für die Hyphoderma.


     


    Aber falls Frank Zeit hat, werden wir es nächste Woche wissen :-).


    LG – Rika

    Hallo miteinander!


    Am Sonntag war ich wieder vor Ort – womöglich kann jetzt ein wenig Licht in die Angelegenheit gebracht werden. Ich habe insgesamt 4 Proben mitgenommen, davon eine von einem wesentlich großflächigeren Fruchtkörper auf der anderen seitlichen Stammseite, keinen 1/2 m von den anderen entfernt. Unterm Mikro sehen sie sich sehr ähnlich – Sporen (10...15 x 4...5 µm), Basidien, Endhyphen/Zystiden – alles mit dicken Schnallen und monomitisch. Die Basidien sind recht uneinheitlich auf der Oberfläche verteilt, an manchen Stellen dicht eine neben der anderen, nicht weit daneben keine einzige, dafür Haare (auch septiert mit Schnalle und gelegentlicht verzweigt) und kopfige Zystiden. Meist kann man den Frk. vom Substrat abziehen – am besten, wenn er leicht feucht und noch nicht so stark bakterienverseucht ist.



    Aufgrund meiner geringen Rindenpilzerfahrung traue ich mich jetzt nicht zu sagen, ob das definitiv alles das gleiche wäre. Deshalb noch ein paar Mikros ergänzend: Am Beginn des Dateinames steht die Ziffer der jeweiligen Entnahmestelle; alles 320x – Sichtfeld-Ø entspricht ca. 400 µm.


    Stelle 1, reichlich Bakterien, Subuculum in Auflösung/Zerfall begriffen:


    Stelle 3:


    Stelle 4, andere Stammseite, großflächiger Frk.:


    Vielleicht können die Fachleute schon anhand neuen Makro-Bilder (großer Frk. auf der anderen Stammseite!) Genaueres sagen?!


    Frank, wenn ich Dir die Teile noch schicken darf(?), wirst Du an den Bakterien sicher keine Freude haben – möchtest Du trotzdem Material? Oder ist es gar hinfällig geworden?


    Herzliche Grüße – Rika

    Hallo Christian, Frank und Andreas,


    habt vielen Dank für Euren Input!

    Auf die von Andreas zitierte Nakasone-Veröffentlichung bin ich bei meinen Web-Recherchen nach Dentocorticium auch gestoßen:

    Taxonomy and phylogeny of Lopharia s.s., Dendrodontia, Dentocorticium and Fuscocerrena (Basidiomycota, Polyporales)
    Eleven taxa of Lopharia s.s., Dendrodontia, Dentocorticium and Fuscocerrena in Polyporales are included in the phylogenetic analyses of nuc rDNA ITS1-5.8S-ITS2…
    www.ncbi.nlm.nih.gov


    Inzwischen habe ich all meine Mikro-Fotos durchgesehen und bin auf eine einzige Spore mit 2 größeren Öltröpfchen gestoßen. Spitze Zystiden gibt es nicht. Und die "Daumen" sind monomitrisch. Es gibt auch eine Art "Haare", die weit über die Oberfläche (i.d.R. im sterilen Bereichen am "Schaft" des "Daumens") herausstehen – ich glaube nicht, dass ich die rausgequetscht habe. Mikroskopiert habe ich übrigens in Wasser. Hier noch ein paar Bilder dazu:



    Meinen getrockneten Rest schicke ich gerne an Dich, Frank. Da ist dieser Fund besser aufgehoben als bei mir Rindenpilz-Anfängerin ;) !

    Am besten gehe ich morgen noch mal hin, bevor die nächste Frostperiode kommt, und hole was vom Subuculum, z.B. von den eingekreisten Bereichen. Immerhin hatten wir seit meinem letzten Besuch (27.12.22) milde Temperaturen, nachts höchstens mal -1°C. Und mal schauen, ob sich da noch andere Hyphentypen (und Hymenium?) finden lassen... Die Fundstelle befindet sich übrigens keine 50m entfernt von meiner Dentipellis-fragilis-Stelle – sie fruktifiziert dort nun das 4. Jahr in Folge und zwar großflächig (Länge 0,5 bis 0,75 m).



    Herzliche Grüße – Rika

    Hier die Fortsetzung mit den Mikro-Merkmalen dieser Teile:


    Die Wuchsrichtig der einzelnen "Daumen" ist konzentrisch: innen recht fest durch engst verwobene und (oft an einem Punkt mehrfach) verzweigte Hyphen mit dicken Schnallen – beim Schneiden fühlt es sich knorpelig an. Das äußere Drittel der Fruktifikation ist weich (gut quetschbar) und besteht aus pallisadenartigen, radial "parallel" angeordnenten Hyphen. Die Enden der Hyphidien haben alle möglichen Formen, von kugelig bis entenkopfförmig oder geschnabelt – aber nie verzweigt; manche mit aufliegenden Krusten. Die 4-sporigen Basidien mit meist langen spitzen Sterigmen findet man nur im apikalen Bereich. Zystiden konnte ich nicht finden.


    Inneres "Gewebe", Zoom aus 320x:


    Schnallen, 800x (Sichtfeld-Ø 160 µm) und Zoom 320x:


    Basidien, Zoom aus 320x:


    Hyphidien, Zoom aus 320x u. 800x:


    Sporen: weder amyloid noch dextrinoid, glatt, Grundform zylindrisch bis allantoid, unreif leicht apfelkernförmig


    Bei meinem ersten Präparat waren die Sporen ziemlich gleichmäßig in Form und Größe: meist zylindrisch, manche gegenüber dem Apiculus leicht verdickt: 10...11,7...12,8 x 4,3...4,5...4,8 µm; Q = 2,2...2,6...3,0


    Die Sporen von meinem zweiten Präparat sind in der Form eher variabel: von tropfen- über apfelkernförmig bis hin zu allantiod und auch rein zylindrisch: 9,6...11,6...14,0 x 3,4...4,6...5,2 µm; Q = 2,1...2,6...3,2


    Ein paar Tage später ein drittes Präparat mit dem am reifesten aussehenden "Daumen":

    Jetzt sind alle Sporen deutlich zylindisch bis allantoid, mit der Tendenz gegenüber des Apikulus´ etwas verdickt zu sein. Anscheinend haben sie sich weiter gestreckt = länger und dünner geworden, siehe Maße (Q!):

    9,9...12,2...14,8 x 3,0...3,4...4,9 µm und Q = 3...3,4...4


    Sporen vom 2. (800x) u. 3. Präp. (320x):


    Beim letzten Präparat fielen sehr viele quadratische Kristalle aus – vermutlich sind die Inkrustierungen an manchen Hyphidien ebenfalls diese Kristalle. Die meisten sind winzig (1-2 µm), aber auch um die 5 µm groß.


    Kristalle, Zoom aus 800x:


    Weiß jemand, was ich hier seit 2 Monaten schon beobachte? Jeder sachdienliche Hinweis ist willkommen!


    Viele Grüße – Rika

    Hallo miteinander und willkommen im neuen Jahr!


    Zwischen dem 7.10. und 27.12.22 beobachtete ich ein weißlich-beiges "Gebilde", das oben auf einem großen hohl liegenden Buchenstamm ein Moos umwächst – keine Wachskruste – Ulmer Hochsträß, ca. 600 mNN, basisch. Die Einzelfruktifikationen sind nur wenige Millimeter hoch, miteinander verbunden und schädigen offenbar das Moos. Vor allem beim ersten Ortstermin war rund um die Gebilde eine Art Thallus zu sehen, der mit der Zeit aber immer weniger wurde. Hier erst mal die Vorort-Makros:


    Am 7.10.22, trocken, im Hintergrund junge Chondrostereum purpureum:



    Am 29.11.22, diesmal bei Nieselregen:



    Am 27.12.22, die Fruktifikation hat den strengen Frost (-10°C) und Schnee vor Weihnachten ganz gut weggesteckt. Der größere Fruchtkörper geht langsam seinem Ende entgegen, der kleinere im besten Zustand, vom Thallus kaum noch was zu sehen. Sie wachsen definitiv auf Moos, dem Moos bekommt das anscheinend nicht gut! Die Moosblättchen werden umhüllt, es entstehen aber auch daumenförmige Auswüchse darüber hinaus:




    Diesmal habe ich endlich Material fürs Mikro mitgenommen – diesen Teil stelle ich in die "Antwort", damit die Mikro-Bilder beim entspr. Text stehen.


    Bis gleich – Rika

    Hallo Frank,


    vielen Dank für Deine Erklärungen!

    Vielleicht sollten wir dann mal anfangen, Belege zu sammeln, insbesondere von Ischnoderma an Laubholz. Von meinem aktuellen Fund an Rotbuche wird gleich mal ein Beleg getrocknet. Und ich sollte Fundlisten und Herbarangabe zur Kartierung auf den Weg bringen – dann könnte ja mal jemand sequenzieren... und schauen, ob es nicht doch eindeutige morphologische Unterschiede gibt ... oder alles das Gleiche ist – das wäre natürlich am bequemsten ;)


    Herzliche Grüße – Rika

    Hallo Abeja,


    merci für die Übermittlung der Wachstumsgeschwindigkeit + Gigantomanie dieser Rotrandigen!


    Ich hätte da noch eine Frage, über die wir kürzlich unter Hobbymykologen diskutiert haben: gibt es auf diesem Stamm noch andere Pilzarten (in relavanter Menge)?


    Fom. pin. wie auch Fom. fom. sind ja ziemlich "besitzergreifende" Zersetzer, die als Braun- und Weißfäuleerzeuger – wenn auf dem gleichen Substrat – für einen recht zügigen kompletten Abbau des gesamten Holzes sorgen dürften?! Nach meinen sporadischen Beobachtungen ist die Artenvielfalt bei Fom.-pin.-Befall schon deutlich geringer, beim Zunderschwamm (ohne rotrandige Beteiligung) hingegen gibt es durchaus etliche andere Arten. Ich denke, der Rotrandige verstoffwechselt doch wesentlich schneller als der Zunderschwamm, was man auch an Deinen riesigen Frk. sieht.


    Viele Grüße – Rika

    Hallo Peter,


    so wie Dir kann es auch passieren, aber sicher nur sehr selten! Bei den vielen Doppeleinträge bei I. resinosum und I. benzoinum in BaWü vermute ich, dass es mit der Kartierung für die Bände der Großpilze BadenWürttembergs zusammenhängt, die ja unter Federführung von German J. K. stattfanden ... und selbiger von Synonymen ausgegangen ist. Ich dachte, vielleicht war das ein spezielles Paket von Datensätzen aus BaWü, das zuerst komplett bei resinosum gelandet ist und erst dann nach Substrat zu benzoinum kam (ohne die Einträge in resinosum zu löschen). Dass die Pflege so einer Datenbank eine Sysiphos-Arbeit ist, glaube ich gerne. Und sicherlich wäre es wünschenswert, die Arbeit auf mehr Schultern zu verteilen!


    Mit der Abgrenzung dieser beiden Arten tue ich mir nach wie vor schwer. Angeblich riecht I.r. inteniver und nach Anis, I.b. hingegen säuerlich. Die Porenschicht soll bei I.r. hell bleiben, bei I.b. im Alter braun werden, I.r. soll nur schwarze Flecken und keine schwarzen Bänder (= I.b.) haben... und Nur nach Substrat haut nicht hin, weil benzoinum auf Nadel- und Laubholz kann, resinosum hingegen nur auf Laubholz, siehe Screenshots von der österreichischen Datenbank:



    Diese hier wuchsen auf Buche, zusammen mit Ganoderma applanatum und Fomes fomentarius – die gelegentlich auch auf Nadelholz fruktifizieren:



    Auf vermutl. Weißtanne (sicher ein Nadelbaum):




    Aktuell auf einem mächtigen, liegende Buchenstamm:



    ???


    Dringend eine gute Nacht allerseits!

    Viele Grüße – Rika

    Hallo miteinander!


    Nachdem ich heute einen Harzporling an Buche gefunden hatte, bei dem ich Ischnoderma resinosum vermute, habe ich ein wenig zur Unterscheidung von I. benzoinum gegenüber I. resinosum recherchiert. Die Synonymisierung beider Arten, wie von German Krieglsteiner betrieben, scheint nicht gerechtfertigt zu sein!? Aber vermutlich lässt sich mit der Germanschen Meinung erklären, wieso sich in der Pilze-Deutschland-Kartierung bei jeder Menge der BaWü-Datensätzen von I. resinosum als Substrat ein Nadelholz befindet.


    Sollten diese Funde nicht besser zu I. benzoinum verschoben werden?


    ACHTUNG: Manche Funde/Datensätze sind bei beiden Arten eingetragen, z.B.

    Ehingen (Donau) (TK 7724/11)

    Ort: Ehingen

    Ortslage: Eichhau

    Wirt/Symbiont: Pinus sylvestris

    18.09.1994

    leg: Strödel, R.

    det: Strödel, R.

    Erfasser: Krieglsteiner, German


    Ehingen (Donau) (TK 7724/11)

    Ort: Ehingen

    Ortslage: Eichhau

    Wirt/Symbiont: Picea abies

    04.05.1996

    leg: Strödel, R.

    det: Strödel, R.

    Erfasser: ZENTRALE BW


    Viele Grüße – Rika

    Lieber Frank,


    vielen herzlichen Dank für Deine Mühe!

    Erst gestern hatte ich mal meinen Kühlschrank aufgeräumt = die Döschen mit Bestimmlingen durchsortiert. Dabei befand sich auch noch "meine" Tomentella – im offenen Behälter ohne Schimmel getrocknet: Das ist jetzt ein (langweiliger) kakaopulver-brauner, dünnster Filzbelag. Den hätte ich Banause im Wald gelassen – oder wahrscheinlich gar nicht wahrgenommen. Ich fand das Teil eigentlich nur wegen dieser auffälligen roten Farbe interessant... und diese Zystiden mit ihren orangeroten Ballons haben mich dann absolut begeistert! Wenn ich genügt Zeit hätte, würde ich meinen getrockneten Beleg schon selber anschauen, aber derzeit gibt es leider andere Prioritäten. Jedenfalls wird er nicht weggeworfen...


    Liebe Grüße – Rika

    Hallo Frank,


    irgendwie habe ich immer noch einen Knoten im Hirn:

    Einerseits kann ich mir gut vorstellen, dass diese rote Flüssigkeit als Krümel an Zellwände hintrocknet oder zu harzartigen Brocken wird. Andererseits sah ich im Mikro mit Wasser weder in den Basidien noch in den käppchentragenden Hyphen der Zystiden noch in anderen (oberflächlichen) Hyphen eine Verfärbung, die dort austretend rote Inkrustationen verursachen könnte!? Oder haben diese Inkrustationen keine rote Farbe? Das durchblicke ich immer noch nicht... anbei ein Foto einer durchscheinenden Basidie in Wasser und eines anderes mit vielen Basidien, die mit kleinen Tröpfchen gefüllt sind, in 2%-KOH – das KOH hat nach meinen Beobachtungen in den Hyphen und Basidien nichts verändert (da war auch nix Rotes drin). Noch mal andererseits müssen die roten Kappen ja auch irgendwoher "befüllt" worden sein!


    Sei es wie es sei – ich freu´ mich über eine für mich neue Art und das Glück, die prall gefüllten roten Kappen gesehen zu haben :)


    Dank´ Dir noch mal & liebe Grüße

    Rika

    Hallo Abeja,

    Ich fand z.B. letztens einen einzelnen rel. leuchtenden rötlichen kleinen Pilz, mit viel hellem Velumrest am Rand. Ich wollte daraus einen Leratiomyces ceres "machen", obwohl der Standort nicht 100-proz. passte. Die Lamellen waren noch sehr hell, vielleicht minimal gräulich, daraus konnte man noch keine Sporenpulverfarbe rückschließen.

    Er sporte jedoch hell-gelblich-braun aus ... ein Schüppling, verflixt!

    hattest Du hier den Safranroten Schüppling, Pholiota astragalina, gefunden? Den hatt ich Ende September diesen Jahres (auch) als persönlichen Erstfund...

    Viele Grüße – Rika

    Hallo Frank,


    hab´ herzlichen Dank für Deine Expertise!

    Ich hab´s ja nicht so mit den Schichten auf Holz, und so war dies nun meine erste Tomentella, die ich unterm Mikro hatte. Unter "Inkrustationen" hatte ich mir bisher immer was Festes vorgestellt, also Körnchen oder Kristalle, aber keine Flüssigkeiten. Jedenfalls freut es mich, dass der Rote Plüsch nun einen sicheren Namen hat!


    Viele Grüße – Rika

    Hallo Abeja, ah – merci!

    Jetzt habe ich auch die Mikro-Bilder von den Dänen gefunden! Mit den Orangeroten Kappen – sie nennen die gesamten Dinger also schon Zystiden!


    Anscheinend gibt es da einige Unklarheit über rote Pigmente (in den Basidien), vllt. auch diesem angeblichen roten Harzstückchen etc.

    Meine Beobachtung ist recht simpel: Diese orangeroten Kappen haben ein ganz feines Häutchen, und innen drin ist eine homogene orangerote Flüssigkeit. Die Kappen-Häutchen sind mechanisch wie auch chemisch (KOH) sehr empfindlich. Mechanisch: Bei einem Stückchen, das ich aufsammelte, langte ich unvorsichtigerweise auf die Oberfläche/Fruchtschicht ––> nur noch roter Matsch, im Auflicht nix mehr detailiertes zu erkennen, keine Kappen, keine sporentragenden Basidien – nix.


    So langsam denke ich, dass mein Fund tatsächlich T. lateritia ist – eine Bestätigung (oder auch nicht) vom Fachmann wäre natürlich schön.


    Noch mal eine gute Nacht – Rika

    Hallo Abeja,


    hab´ herzlichen Dank für Deine Vorarbeit!

    Tomentella als Gattung passt sehr gut: der Frk. färbt sich mit 20%-KOH sofort braunschwarz (gerade überprüft), mit Schnallen und stacheligen Sporen.


    Aber jetzt wird´s schwierig:


    (1) Eigentlich hatte ich ja die Beschreibung dieser "Hyphenenden" mit den auffälligen/ungewöhnlichen orangen Kappen erwartet –
    Fehlanzeige. Tja, irgendwo muss diese (ziegel-)rote Farbe von bspw. T. lateritia ja herkommen. In der Beschreibung von To.la. werden gelegentlich beobachtete orangerote Harzstückchen im Hymenium erwähnt – vielleicht Überreste aus den Kappen? Wenn jemand einen (getrockneten) Beleg zur Mikro-Untersuchung in 3%-KOH einlegt, sind die Kappen auf alle Fälle schon verschwunden, bevor derjenige überhaupt durchs Okular schaut. Vermutlich sind sie eh nur am Frischmaterial zu sehen, und kommen deswegen nicht im Schlüssel vor??


    (2) An den allermeisten Septen befinden sich Schnallen, aber nicht an jeder – mache ich nun im Schlüssel mit "2" oder "37" weiter?


    (3) Ich weiß nicht, wie ich diese kappentragenden Elemente benennen soll – sind das "Zystiden"?


    (4) Egal, von was ich ausgehe (Schnallen, Zystiden) – irgendwas Gravierendes passt immer nicht, z.B. Sporen-/Stachelgröße oder Form, Farbe des Hymenophors, habe keine Rhizomorphen, nicht ablösbar, keine hellen Ränder...


    Hm, ich komme leider nicht wirklich weiter. Ich hoffe, es gibt noch weiteren Input.

    Bei weiteren Recherchen fand ich gerade diese dänische Seite – mit einem Auflichtfoto, das sehr gut den meinen entspricht ––> Tomentella lateritia !! Bravo Abeja! Siehe https://svampe.databasen.org/taxon/20943

    Hier ein ScreenShot aus dem Link:




    Gute Nacht – Rika

    Hallo miteinander!


    Gestern sah ich diesen roten Plüsch auf einem finalmorschem Fichtenstumpf auf dem Ulmer Hochsträß (MTB 7625-133, 580 mNN), basisch.

    Diese rote Schicht besteht aus dicht aneinandergepackten halbkugeligen Gebilden, die 0,1 bis 0,3 mm groß sind.


    Bereits bei 20x sieht man im Auflicht die Sporen auf 4-sporigen Basidien. Dazwischen liegen "Hyphenenden" oder "Zystiden" (ich weiß nicht, wie ich sie benennen soll) mit orangerot gefüllten Kappen. Letztere sind äußerst fragil – selbst bei ganz vorsichtigem Auflegen des Deckglases und genügend Wasser lösen sich bereits viele ab bzw. platzen auf. Sie bleiben eigentlich nur erhalten, wenn sie von höheren Strukturen umgeben/geschützt sind. Dadurch wird das Wasser rund um das Präparat gleichmäßig orange gefärbt. Bei einem zweiten Präparat versuchte ich mit 2% KOH die Strukturen besser zu trennen – mit verheerenden Folgen: alle Kappen lösen sich sofort auf!


    Mikromerkmale:

    • Hyphen an "Knotenpunkten" mehrfach verzweigt ––> halbkugelige Form
      • Hyphendicke 4 bis 8 µm, meist ± 6 µm, mäßig dickwandig
    • jüngere Basidien und Basidiolen meist bis in die Sterigmen mit feinen Tröpfchen gefüllt, ältere meist ohne Inhalt
      • meist 4-sporig, aber auch 2- und 3-sporig
      • Größe: 40 - 70 x 6 -8 µm
    • Sporen (im Auflicht weiß) mit
      • langen, spitzen Stacheln (Ornamenthöhe 1,5 - 2 µm),
      • Apiculus stumpf (Länge wie Stacheln),
      • manchmal mit 1-3 Guttulen,
      • Form variabel von rund über ellipsoid bis kartoffelförmig
      • Größe: 6,3 - 7,8 - 9,5 x 5,8 - 6,6 -7,2 ; Q = 1,0 - 1,18 - 1,4


    In den Dateinamen sind nähere Angaben vermerkt wie Vergrößerung (80/320/800x), KOH, Bearbeitung (D bzw. Q = ergrößert/gezoomt).

    Kann mir hier jemand bei der Bestimmung weiterhelfen?


    Danke & viele Grüße – Rika


    Hallo Wolfgang,


    ja, da hab´ ich nicht aufgepasst mit der Endung, Automatimus der Lateiner. Es irritiert mich immer wieder, wenn es da unterschiedliche Endungen gibt. Sind dafür die Alten Griechen verantwortlich bzw. die früheren, namensgebenden Wissenschaftler, die Latein und Altgriechisch miteinander vermengt haben?


    Und herzlichen Dank für Deine Erläuterungen zu Laugen + Zupfen + Schnallenfinden. Ich hatte mich (als Autodidaktin) immer schon gefragt, wie andere Leute das mit so prima isolierten Zellen hinbekommen. Das werde ich beim nächsten Präparat gleich mal ausprobieren!


    Viele Grüße – Rika

    Hallo Kai,


    hab´ vielen Dank für Deine Bestätigung und Kommentare!

    Dann lege ich diesen Fund nun gern & beruhigt als Entoloma placida ab!


    Bei frischen Präparaten verwende ich normalerweise kein KOH – würde das helfen, um besser Quetschen/Separieren zu können? Ganz klar sind Überlagerungen mein Hauptproblem bei der Beurteilung von Schnallen... und dann noch mit diesen blöden "Daumen" zwischendrin ?(.


    Viele Grüße – Rika