Posts by Andreas

    Hallo abeja, hallo alle anderen Interessierten,


    Abeja hatte mir vor ein paar Tagen das (ziemlich zerbröselte) Exsikkat eines der Pilzchen zugesandt. Es war gut getrocknet und konnte gut nachmikroskopiert werden.

    Es ist tatsächlich eine Lactocollybia, aber über die Artzugehörigkeit bin ich mir nicht ganz sicher, weil ich auf einige Literatur momentan nicht zugreifen kann.


    Die Gattungsbestimmung geht schnell und problemlos, denn die vielen Gloeocystiden sind deutlich erkennbar und kommen bei keiner anderen mir bekannten Gattung mit diesem Fruchtkörperhabitus vor. Also z.B. auch eine klare Abgrenzung gegenüber Hydropus.


    Der Pilz hatte Cheilozystiden als mehr oder weniger geschlossenenes sterile Band, dazu zerstreute cheilozystidenartige Pleurozystiden und reichlich sackförmige Gloeo-Pleurozystiden (gut erkennbar am lichtbrechenden Inhalt - die "schimmern" so ölig im Präparat).

    Die Sporen sind mandel- bis schiffchenförmig und auffallend breit, 9,4-10,1 x 5,4-5,8 mit einem auffallend einheitlichen L/B-Quotienten von 1,74-1,75.


    Das stimmt komplett mit meinem eigenen Fund von Lactocollybia cycadicola überein - doch diese Art soll ausschließlich auf der Rinde von (lebenden) Cycadeen (Palmfarne) vorkommen. In meinem Falle in Jena war das Substrat Dioon edule.

    Nach der Literatur bis 2008 kommt aufgrund der Sporen eben nur L. cycadicola in Frage.

    Von den neuer beschriebenen, teils in Orchideen-Töpfen gefundenen Arten scheidet L. dendrobii aufgrund der Sporenmaße sofort aus. Falls L. variicystis identisch ist mit L. liciosae, dann hat diese Art ebenfalls kleinere Sporen. Ich habe allerdings die Originalbeschreibung von L. variicystis nicht um vergleichen zu können, nur die von L. liciosae. L, epia hat auch kleinere Sporen und außerdem (fast) keine Pleuros.


    Momentan muss ich davon ausgehen, dass es sich um L. cycadicola handelt, trotz des vielleicht anderen Substrats - in dem Orchideentopf waren bestimmt Rindenstückchen, weißt Du zufällig woher die stammen könnten?


    beste Grüße,

    Andreas


    Hallo Felix,


    das widerspricht aber den Angaben bei Chalange, der auch ganz andere Zeiten auflistet.


    Wie klassifizierst Du dann schwache und starke Reaktion - über die Farbintensität nach 8 Sekunden? Also tief blaugrün wäre stark und olivgrün wäre schwach?


    Ich habe das immer über die Zeitdauer bis zum Farbumschlag eingestuft: bis 3 s stark, bis 20 s mäßig, bis ca. 40s schwach, > 1 min negativ. Das hat sich eigentlich nicht schlecht bewährt, dachte ich immer. Z.B. um R. griseascens von R. emetica zu trennen.


    beste Grüße,

    Andreas

    Hallo Abeja,


    die zuletzt zitierte Literaturstelle ist von Täublingsspezialisten, u.a. Felix der ja auch hier schreibt, und sie sind eigentlich das Maß der Dinge im Gegensatz zu mir. Dennoch denke ich, dass es sich in diesem Fall um eine heute so nicht mehr praktizierte Vorgehensweise handelt. CHALANGE, auf den sich HAMPE et al. ja bereits beziehen, gibt eine Abstufung von negativ (0) über schwach (+), mäßig (++) bis stark positiv (+++) an - das liese sich zeitlich nicht in eine 5-Sekunden-Zeitspanne packen. Insofern denke ich schon, dass die von mir angegebenen Zeitspannen in etwa heute praktiziert werden und vermutlich ist es so ähnlich auch bei CHALANGE. Obwohl er das wohl noch etwas weiter definiert, denn er gibt in seiner Tabelle auch so Zeitspannen an wie "++ et +++ en 3-15 s" bei R. claroflava oder "++ et +++ en 20-30 s" bei R. firmula. Oder sogar bei R. gracillima "lames et pied ++ en 60 s", was meinem Verständnis der Reaktion doch etwas widerspricht.

    Ich kann leider nicht direkt nachschauen momentan wie CHALANGE seine Test praktiziert, da ich nur die Tabelle digital habe und meine Bibliothek nur halb hier ist und das BSMF ist eben noch in Jena.

    Auf jeden Fall ist es wichtig, solche Test nach bestimmten Normen durchzuführen, andererseits auch die Variabilität innerhalb einer Art zu berücksichtigen und auf den Zustand des Exemplars zu achten (trockene Exemplare reagieren oft verzögert, durchnässte oft heller ….)


    beste Grüße,

    Andreas

    Hallo,


    also ich hätte einige der Pilze aus 3 ja makroskopisch für R. lepida gehalten, aber wenn Du die Guajak-Reaktion frisch getestet hast und sie war immer schwach, dann ist es wohl wie Felix meint alles velutipes. Die Guajak-Reaktion bei R. velutipes teste ich immer dergestalt, dass ich einen Tropfen Guajak an der obersten Stielspitze anbringe, so dass er in den Lamellenansatz laufen kann. Dann ist schön zu sehen dass bei velutipes die Lamellen relativ zügig umfärben, während der Fleck auf dem Stiel lange bräunlich bleibt. R. minutula müsste auch in den Lamellen negativ bleiben, jedenfalls war das so bei zwei Funden die ich als solche bestimmt hatte (kleine Fruchtkörper, auf tendenziell schwach saurem Boden, jeweils in herausragenden Biotopen). Die beiden hatten auch immer mal ummantelte Hymenialzystiden, wenn auch nicht so deutlich wie bei R. pseudointegra.


    Die Guajak-Reaktion gibt CHALANGE allerdings für Russula lepida mit "0-III" an sowohl für Stiel als auch für Lamellen, was sehr irritierend ist und mir in der Praxis so noch nicht untergekommen ist. Meine typischen lepidas waren immer II-III auf Stiel wie Hut.

    Den Bleistift-Geschmack von lepida habe ich noch nie wahrgenommen, aber mit Bitterstoffen habe ich eh so meine Probleme. Diese matte, fast komplett angewachsene (oder so wirkende) Huthaut ist eigentlich ein Indiz für lepida, ebenso rote Farbtöne am Stiel.

    Ansonsten mikroskopisch ist R. lepida ja gar nicht der Problempilz gegenüber den anderen erwähnten, weil die ja alle schön inkrustierte Primordialhyphen haben, während R. lepida bestenfalls feines Gekrümel zeigt und SV-negative (relativ unauffällige) Dermatozystiden hat.


    Zur Sulvovanillin-Reaktion habe ich aber die Beobachtung gemacht, dass eine intensive Reaktion wohl abhängig ist von der Menge der Vanillinkristalle! Aufgefallen ist mir das beim Versuch, Pleurotus ostreatus und Pleurotus pulmonarius aufgrund der bei LUDWIG angegebenen SV-Reaktion zu trennen. Was nicht funktioniert hat, aber wir feststellen konnten, dass wenn man ein Stück Hutfleisch von diesen Seitlingen in eine gesättigte (oder besser übersättigte) Lösung von SV tunkt, dass dann eine intensive Reaktion entsteht, und wenn man vom selben Pilz ein weiteres Stück ein zweites Mal in die verbliebene SV-Lösung tunkt dann nur noch eine ganz schwache Reaktion zu sehen ist. Vom Farbton her aber nicht ganz die intensiv eosinfarbener Reaktion der Roseinae sondern eher die etwas Fuchsia-lilafarbene Reaktion die abeja oben auch zeigt.

    Es wäre interessant, wenn ein Chemiker mal erklären könnte, was da überhaupt passiert, also was da miteinander reagiert.


    P.S.: Die Myko-Shop Schwefelsäure ist 62-65%.


    beste Grüße,

    Andreas

    Hallo abeja,

    Die Reaktion mit 20 proz. KOH ist deutlich gelblich (aber nicht sehr "zitronig" wie teilweise in der Literatur beschrieben wird, dort allerdings mit 30- oder 40- proz. KOH getestet), die gelbe Farbe schlägt ins Rötliche um.


    Wegen Geruch/Geschmack und KOH-Reaktion halte ich das alles für Gilbende Stinktäublinge, Russula subfoetens.

    Stink-Täublinge ja, aber welche Art ist so nicht zu klären. Die KOH-Reaktion ist kein verläßliches Merkmal um Russula foetens von subfoetens zu trennen. Aufgrund der Ökologie ist meiner Meinung nach R. subfoetens tatsächlich wahrscheinlicher, aber ohne die Sporen zu checken kann man nichts sicheres sagen.


    Russula nigricans ist eindeutig, und auch die anthracina hätte ich zumindest makroskopisch so angesprochen.


    beste Grüße,

    Andreas

    Hallo Alis,


    ich hätte gesagt, dass ich Pilzsachverständiger bin und nicht Hellseher.

    Mit diesen Angaben lässt sich so wenig anfangen, dass sich eigentlich noch nicht mal drüber nachzudenken lohnt.


    beste Grüße,

    Andreas

    Hallo Klaas,


    also makroskopisch wäre ich auch sofort bei E. placidum, vor allem in Verbindung mit Buchenholz.

    Allerdings kenne ich E. placidum nur von relativ stark vermorschtem Holz, nicht auf der Rinde.

    Mikroskopisch passt aber nicht dass deine Sporenmaße so klein sind (insbesondere die Breite) und vor allem hat E. placidum Schnallen.

    Wenn Du Dir mit den fehlenden Schnallen sicher bist, dann kann es jedenfalls nicht placidum sein, dann müsstest Du doch irgendwo im Bereich tjallingiorum oder so suchen. Die haben aber eigentlich eher violettliche Stiele und nicht so blaugraue wie placidum. Also mir würde ja schon am besten taugen, wenn Du doch noch Schnallen finden würdest …..


    liebe Grüße,

    Andreas

    Hallo,


    diesen süßlich-parfümierten Geruch hat mal in einem Kurs jemand als "riecht nach Multivitaminsaft" beschrieben, und ich hatte sofort diese Assoziation mit Multisanostol oder Rotbäckchen oder was es da so alles gibt …


    liebe Grüße,

    Andreas

    Hallo Helmut,


    mir ist nie klar geworden, was Tricholoma triste sein soll, und auch CHRISTENSEN & HEILMANN-CLAUSSEN haben mich da nicht wirklich erleuchtet. Ich hätte solche Kollektionen wohl als T. myomyces und somit als T. terreum "durchgewunken" (z.B. Großpilze Ba.-Wü. S. 550), aber möglicherweise sind meine (wenigen) myomyces-Funde ja in Wirklichkeit alles T. triste gewesen ….


    beste Grüße,

    Andreas

    Hallo,


    der erste Pilz scheint am ehesten ein Helmling zu sein. Sehr ähnlich sieht die sehr seltene Mycena radicifera aus, insbesondere durch die etwas dunklere zusammengezogene Hutmitte. Die Art kommt nur auf Hauhechel vor, was aber an den Rheindämmen ja durchaus sein könnte.

    Wissen werden wirs allerdings nie …..


    beste Grüße,

    Andreas

    Hallo,


    auf dem letzten Bild siehst Du schon das fleischrosa Sporenpulver, das die Gattung Amanita ausschließt.

    Außerdem gibt es weder Amaniten noch Dachpilze mit schleimigem Hut.

    Aber dieser Pilz narrt immer wieder die Pilzfreunde die ihn noch nicht gesehen haben. Zumal die Lamellen lange weiß bleiben und nicht an einen Rosasporer denken lassen.


    beste Grüße,

    Andreas

    Hallo,


    also nein, da kann man nicht wirklich was erkennen. Sieht mir eigentlich zu hell aus für sanguinaria.

    Spp.-Farbe wird ermittelt indem man den Sporenabwurf auf weißem Papier (besser auf einem Objektträger) zu einem Häufchen zusammenkratzt. Nur abgeworfen ist der Farbton zu hell wegen der zwischen den Streifen mit Spp. liegenden Streifen weißen Papiers.


    Ohne die von mir oben erwähnten Minimalangaben und ohne farbechte Bilder ist es kaum möglich, etwas konkretes zu sagen, und meine oben angegebenen Vorschläge sind eben auch nicht mehr als eben Vorschläge - keine sicheren Bestimmungen!

    Du kannst Dich natürlich gerne weiter mit diesen Funden beschäftigen und wirst dabei einiges über die Gattung Täublinge lernen, aber sicher bestimmt bekommst Du die Funde sicherlich nicht mehr. Die Gattung erfordert sehr intensive Untersuchungen, inklusive Mikroskopieren, auch wenn einige Arten mit zunehmender Erfahrung auch so erkannt werden können. Aber nicht umsonst werden von verschiedenen Kursanbietern Wochenkurse speziell für Täublingsbestimmung angeboten ….


    beste Grüße,

    Andreas

    Hallo,


    also die ersten drei Bilder und die zweiten drei Bilder von "A" gehören aber nicht zusammen!

    Die obere Reihe zeigt meiner Ansicht nach Russula atropurpurea, wobei der ganz rechte sogar nochmal was anderes, nämlich R. coerulea sein könnte. Die untere Reihe zeigt Russula sanguinaria. Für letzteren ist auch die Lamellenhaltung schwach herablaufend sehr typisch, was die meisten anderen Täublinge nicht zeigen. Die Sporenpulverfarbe weiß ist dann aber von den atropurpureas, denn sanguinaria hat gelbes Spp..


    Zu "B" kann ich nichts sagen, da sind die beiden Bilder nicht aussagekräftig genug.


    Was unbedingt zu einer Täublingsbestimmung gehört ist:

    Sporenpulverfarbe nach einer entsprechenden Skala (Romagnesi-Farbton, notfalls nach Pilze der Schweiz)

    Geschmack (Lamellen)

    Chemische Reaktion mit Guajak auf Stiel und auf Lamellen (Sekunden bis zum Farbumschlag zu grün messen)

    In Frage kommende Begeitbäume


    beste Grüße,

    Andreas

    Hallo,


    wenn sich bei deinen Maronen welche befinden, deren Röhrenfutter rosa verfärbt, dann haben diese "Maronen" sicherlich auch eine Netzstruktur auf der Stieloberfläche und heißen Gallen-Röhrling.


    beste Grüße,

    Andreas