Hallo Marc,
kann ich mir fast nicht vorstellen, dass die Art im NSG Kühkopf noch nicht nachgewiesen ist. Das Gebiet ist doch gut bearbeitet, ich erinnere mich dunkel sogar an eine ausführliche Publikation - irgendwo müsste die bei mir rumstehen ….
LG, Andreas
Hallo Babett,
hättste mal durchgeschnitten, dann hättest Du eine schöne kohleschwarze Zonierung gesehen - das dürfte eine Daldinia sein. Welche müsste man mikroskopieren und vor allem auch nach dem Pigment unter der Kruste schauen (KOH auf Objektträger und ein kleines Schnipsel vom Pilz rein -> gelb, violett, grünlich oder so).
Das Holz scheint Esche zu sein?
LG, Andreas
Hallo,
Das mit der Guajak-Reaktion überrascht mich jetzt. Leider spricht meine verfügbare Täublings-Literatur (RUSSULARUM ICONES & Kibby's THE GENUS RUSSULA in Great Britain) bei den Chamaeleontinae durchwegs von "(sehr) schwach und langsam". Unter positiv verstand ich bisher eine sichtbare Reaktion in 5, maximal 10 Sekunden. Aber da vertraue ich natürlich deiner praktischen Erfahrung, da ich selbst noch keine Funde der Sektion untersuchen konnte.
Viele GrüßeThiemo
stimmt, Fehler meinerseits, Russula postiana ist da die Ausnahme als relativ stark positiv reagierende Art - die anderen Chamaeleontinae sind ebenso wie turci/amethystina praktisch negativ.
beste Grüße,
Andreas
Hallo Thiemo,
also das dunkle Sporenpulver wundert mich auch - bist Du da sicher dass es wirklich so dunkel ist?
Mit Spp. IVc-e kommt man in den Schlüsseln in die Chamaeleontinae, und dort dann natürlich zu postiana, weil die die einzige Art in der Gruppe ist die auch violette Töne haben darf. Allerdings ist das ein anderes Violett, mehr rosalich-fleischfarben verwaschen und nicht so amethystina-blauviolett. Vor allem aber die schön abgesetzte Zonierung die man beim liegenden älteren Fruchtkörper sieht, die ist schon sehr typisch für amethystina/turci. Und was letztlich auch noch klar für diese beiden spricht, das ist die negative Guajak-Reaktion, denn die Chamaeleontinae sind positiv.
Insofern für mich weiterhin amethystina, es sei denn die Russulogen haben noch andere Merkmale in der Hinterhand die mir nicht geläufig sind - was natürlich gut sein kann, bin ja kein Täublingskenner.
beste Grüße,
Andreas
Hallo Thiemo,
für mich hätte ich keinen Zweifel an Russula amethystina.
Russula faustiana nenne ich nur die wirklich olivfarbenen Kollektionen mit fast orangegelbem Sporenpulver - das dunkelste aller (europäischen) Russulae, IVe+
Aber da werden die molukaler gebrieften Russulogen sicherlich auch gleich Einwände haben … 
beste Grüße,
Andreas
Hallo,
nun ja, was soll man dazu sagen …. Jeder blamiert sich halt so gut er kann. Und nur weil's einer vom anderen abschreibt wird's dadurch nicht richtiger. Und dass 123-Pilze da auch gleich wieder mit dabei ist, überrascht mich auch nicht wirklich, sondern bestätigt nur meine Vorurteile über die Qualität der dort wohl weitestgehend unrecherchiert angehäuften Funfakts und Fakefakts.
beste Grüße,
Andreas
Hallo Stefan,
hast Du dazu eine Quelle? Ich habe das noch nie gelesen und halte es im übrigen auch für nicht richtig.
LG, Andreas
Hallo Stefan,
das verstehe ich nicht. Die Oxydasen von Pulvinsäure und deren Derivaten haben doch nichts mit Amyloidität zu tun?! Amyloidität ist doch eine Reaktion auf Jod bzw. Jod-Kaliumjodid.
LG, Andreas
... dort gab es noch nie ein Nadelgehölz!
Hallo Hans,
aber vielleicht Mulch?
beste Grüße,
Andreas
Hallo Abeja,
Bilder habe ich auf meinem alten Rechner - aber in "Die Großpilze Jenas" ist der Fund auch abgebildet.
Die Lactocollybien sehen alle gleich aus, jedenfalls so in etwa.
beste Grüße,
Andreas
Hallo abeja,
jedenfalls sitzen sie rindenstücken auf, und das ist doch schon mal eine gute Übereinstimmung mit L. cycadicola. Bei so selten berichteten Arten ist vermutlich das Spektrum nicht wirklich ausgeleuchtet, schon gar nicht wenn sie unter sekundären Bedingungen wachsen und nicht in ihrer Heimat.
beste Grüße,
Andreas
Hallo abeja, hallo alle anderen Interessierten,
Abeja hatte mir vor ein paar Tagen das (ziemlich zerbröselte) Exsikkat eines der Pilzchen zugesandt. Es war gut getrocknet und konnte gut nachmikroskopiert werden.
Es ist tatsächlich eine Lactocollybia, aber über die Artzugehörigkeit bin ich mir nicht ganz sicher, weil ich auf einige Literatur momentan nicht zugreifen kann.
Die Gattungsbestimmung geht schnell und problemlos, denn die vielen Gloeocystiden sind deutlich erkennbar und kommen bei keiner anderen mir bekannten Gattung mit diesem Fruchtkörperhabitus vor. Also z.B. auch eine klare Abgrenzung gegenüber Hydropus.
Der Pilz hatte Cheilozystiden als mehr oder weniger geschlossenenes sterile Band, dazu zerstreute cheilozystidenartige Pleurozystiden und reichlich sackförmige Gloeo-Pleurozystiden (gut erkennbar am lichtbrechenden Inhalt - die "schimmern" so ölig im Präparat).
Die Sporen sind mandel- bis schiffchenförmig und auffallend breit, 9,4-10,1 x 5,4-5,8 mit einem auffallend einheitlichen L/B-Quotienten von 1,74-1,75.
Das stimmt komplett mit meinem eigenen Fund von Lactocollybia cycadicola überein - doch diese Art soll ausschließlich auf der Rinde von (lebenden) Cycadeen (Palmfarne) vorkommen. In meinem Falle in Jena war das Substrat Dioon edule.
Nach der Literatur bis 2008 kommt aufgrund der Sporen eben nur L. cycadicola in Frage.
Von den neuer beschriebenen, teils in Orchideen-Töpfen gefundenen Arten scheidet L. dendrobii aufgrund der Sporenmaße sofort aus. Falls L. variicystis identisch ist mit L. liciosae, dann hat diese Art ebenfalls kleinere Sporen. Ich habe allerdings die Originalbeschreibung von L. variicystis nicht um vergleichen zu können, nur die von L. liciosae. L, epia hat auch kleinere Sporen und außerdem (fast) keine Pleuros.
Momentan muss ich davon ausgehen, dass es sich um L. cycadicola handelt, trotz des vielleicht anderen Substrats - in dem Orchideentopf waren bestimmt Rindenstückchen, weißt Du zufällig woher die stammen könnten?
beste Grüße,
Andreas
Hallo Felix,
das widerspricht aber den Angaben bei Chalange, der auch ganz andere Zeiten auflistet.
Wie klassifizierst Du dann schwache und starke Reaktion - über die Farbintensität nach 8 Sekunden? Also tief blaugrün wäre stark und olivgrün wäre schwach?
Ich habe das immer über die Zeitdauer bis zum Farbumschlag eingestuft: bis 3 s stark, bis 20 s mäßig, bis ca. 40s schwach, > 1 min negativ. Das hat sich eigentlich nicht schlecht bewährt, dachte ich immer. Z.B. um R. griseascens von R. emetica zu trennen.
beste Grüße,
Andreas
Hallo Abeja,
die zuletzt zitierte Literaturstelle ist von Täublingsspezialisten, u.a. Felix der ja auch hier schreibt, und sie sind eigentlich das Maß der Dinge im Gegensatz zu mir. Dennoch denke ich, dass es sich in diesem Fall um eine heute so nicht mehr praktizierte Vorgehensweise handelt. CHALANGE, auf den sich HAMPE et al. ja bereits beziehen, gibt eine Abstufung von negativ (0) über schwach (+), mäßig (++) bis stark positiv (+++) an - das liese sich zeitlich nicht in eine 5-Sekunden-Zeitspanne packen. Insofern denke ich schon, dass die von mir angegebenen Zeitspannen in etwa heute praktiziert werden und vermutlich ist es so ähnlich auch bei CHALANGE. Obwohl er das wohl noch etwas weiter definiert, denn er gibt in seiner Tabelle auch so Zeitspannen an wie "++ et +++ en 3-15 s" bei R. claroflava oder "++ et +++ en 20-30 s" bei R. firmula. Oder sogar bei R. gracillima "lames et pied ++ en 60 s", was meinem Verständnis der Reaktion doch etwas widerspricht.
Ich kann leider nicht direkt nachschauen momentan wie CHALANGE seine Test praktiziert, da ich nur die Tabelle digital habe und meine Bibliothek nur halb hier ist und das BSMF ist eben noch in Jena.
Auf jeden Fall ist es wichtig, solche Test nach bestimmten Normen durchzuführen, andererseits auch die Variabilität innerhalb einer Art zu berücksichtigen und auf den Zustand des Exemplars zu achten (trockene Exemplare reagieren oft verzögert, durchnässte oft heller ….)
beste Grüße,
Andreas
Hallo,
nun ja - Ib und IIa liegen ja nun nicht gerade weltweit auseinander ….. Und das Sporenhäufchen auf dem Küchenkrepp sieht für mich eher einen Tick dunkler aus als das küchenkreppweiße Küchenkrepp drunter
LG, Andreas
P.S.: Dein Pilzchen ist übrigens angekommen gestern 
Hallo,
also ich hätte einige der Pilze aus 3 ja makroskopisch für R. lepida gehalten, aber wenn Du die Guajak-Reaktion frisch getestet hast und sie war immer schwach, dann ist es wohl wie Felix meint alles velutipes. Die Guajak-Reaktion bei R. velutipes teste ich immer dergestalt, dass ich einen Tropfen Guajak an der obersten Stielspitze anbringe, so dass er in den Lamellenansatz laufen kann. Dann ist schön zu sehen dass bei velutipes die Lamellen relativ zügig umfärben, während der Fleck auf dem Stiel lange bräunlich bleibt. R. minutula müsste auch in den Lamellen negativ bleiben, jedenfalls war das so bei zwei Funden die ich als solche bestimmt hatte (kleine Fruchtkörper, auf tendenziell schwach saurem Boden, jeweils in herausragenden Biotopen). Die beiden hatten auch immer mal ummantelte Hymenialzystiden, wenn auch nicht so deutlich wie bei R. pseudointegra.
Die Guajak-Reaktion gibt CHALANGE allerdings für Russula lepida mit "0-III" an sowohl für Stiel als auch für Lamellen, was sehr irritierend ist und mir in der Praxis so noch nicht untergekommen ist. Meine typischen lepidas waren immer II-III auf Stiel wie Hut.
Den Bleistift-Geschmack von lepida habe ich noch nie wahrgenommen, aber mit Bitterstoffen habe ich eh so meine Probleme. Diese matte, fast komplett angewachsene (oder so wirkende) Huthaut ist eigentlich ein Indiz für lepida, ebenso rote Farbtöne am Stiel.
Ansonsten mikroskopisch ist R. lepida ja gar nicht der Problempilz gegenüber den anderen erwähnten, weil die ja alle schön inkrustierte Primordialhyphen haben, während R. lepida bestenfalls feines Gekrümel zeigt und SV-negative (relativ unauffällige) Dermatozystiden hat.
Zur Sulvovanillin-Reaktion habe ich aber die Beobachtung gemacht, dass eine intensive Reaktion wohl abhängig ist von der Menge der Vanillinkristalle! Aufgefallen ist mir das beim Versuch, Pleurotus ostreatus und Pleurotus pulmonarius aufgrund der bei LUDWIG angegebenen SV-Reaktion zu trennen. Was nicht funktioniert hat, aber wir feststellen konnten, dass wenn man ein Stück Hutfleisch von diesen Seitlingen in eine gesättigte (oder besser übersättigte) Lösung von SV tunkt, dass dann eine intensive Reaktion entsteht, und wenn man vom selben Pilz ein weiteres Stück ein zweites Mal in die verbliebene SV-Lösung tunkt dann nur noch eine ganz schwache Reaktion zu sehen ist. Vom Farbton her aber nicht ganz die intensiv eosinfarbener Reaktion der Roseinae sondern eher die etwas Fuchsia-lilafarbene Reaktion die abeja oben auch zeigt.
Es wäre interessant, wenn ein Chemiker mal erklären könnte, was da überhaupt passiert, also was da miteinander reagiert.
P.S.: Die Myko-Shop Schwefelsäure ist 62-65%.
beste Grüße,
Andreas
Hallo abeja,
Die Reaktion mit 20 proz. KOH ist deutlich gelblich (aber nicht sehr "zitronig" wie teilweise in der Literatur beschrieben wird, dort allerdings mit 30- oder 40- proz. KOH getestet), die gelbe Farbe schlägt ins Rötliche um.
Wegen Geruch/Geschmack und KOH-Reaktion halte ich das alles für Gilbende Stinktäublinge, Russula subfoetens.
Stink-Täublinge ja, aber welche Art ist so nicht zu klären. Die KOH-Reaktion ist kein verläßliches Merkmal um Russula foetens von subfoetens zu trennen. Aufgrund der Ökologie ist meiner Meinung nach R. subfoetens tatsächlich wahrscheinlicher, aber ohne die Sporen zu checken kann man nichts sicheres sagen.
Russula nigricans ist eindeutig, und auch die anthracina hätte ich zumindest makroskopisch so angesprochen.
beste Grüße,
Andreas
Hallo Klaas,
also makroskopisch wäre ich auch sofort bei E. placidum, vor allem in Verbindung mit Buchenholz.
Allerdings kenne ich E. placidum nur von relativ stark vermorschtem Holz, nicht auf der Rinde.
Mikroskopisch passt aber nicht dass deine Sporenmaße so klein sind (insbesondere die Breite) und vor allem hat E. placidum Schnallen.
Wenn Du Dir mit den fehlenden Schnallen sicher bist, dann kann es jedenfalls nicht placidum sein, dann müsstest Du doch irgendwo im Bereich tjallingiorum oder so suchen. Die haben aber eigentlich eher violettliche Stiele und nicht so blaugraue wie placidum. Also mir würde ja schon am besten taugen, wenn Du doch noch Schnallen finden würdest …..
liebe Grüße,
Andreas
Hallo Tanja,
ich hab's immer für frische Sklerotien von Typhula phacorrhiza gehalten, die dann über den Winter braun werden - aber sicher bin ich mir nicht …..
beste Grüße,
Andreas
